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Les techniques et colorations histologiques et histochimiques
Une "bonne" préparation est celle dont les structures
sont conservées aussi fidèlement proches de l'état
in vivo que possible. Immédiatement après leur prélèvement,
les pièces sont plongées dans un liquide fixateur
de composition variable (à base de formol, bichromate,
acides acétique ou picrique, etc.). Ce liquide assure la
fixation des structures, c'est-à-dire l'immobilisation
des chaînes protéiques par la formation de ponts
de liaison entre elles (= cross linking). Après un séjour
d'une durée variable dans l'un de ces fixateurs, le tissu
est ensuite déshydraté par passage dans des alcools
de degrés croissants, pour ensuite être complètement
imprégné de paraffine. Ceci lui confère une
consistance permettant de le débiter en tranches minces
(de 2 à 6 micromètres) dont la minceur permettra
justement de l'observer par transparence au microscope. Une fois
ces tranches minces étalées et collées sur
lames de verre, il faut les colorer, car leur transparence même
et l'absence de différences notables d'indice de réfraction
au sein des tissus interdiraient autrement de rien y apercevoir.
Les colorations utilisées par l'histologiste pour conférer
aux structures tissulaires les contrastes nécessaires à
leur visualisation sont multiples. Elles sont, le plus souvent,
le résultat de nombreux essais empiriques, dont les débuts
sont contemporains de l'avènement du microscope optique.
Il s'agit en général de recettes qui n'ont, pour
le non spécialiste, qu'un intérêt très
limité. Un tableau est présenté, indiquant
les teintes obtenues dans les préparations à la
suite de l'emploi des plus fréquentes parmi ces colorations.
Deux colorations histochimiques méritent une attention
particulière : la réaction du P.A.S. et la métachromasie.
Ces deux procédés ont leur importance dans l'histochimie
des glycoconjugués et sont donc fort utilisés en
histologie et histopathologie.